13 mar 2008

Presentación

H.V. Veracruz, Ver.
Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia


Damos la bienvenida a todos aquellos lectores que estén interesados en ampliar su conocimiento acerca de la anatomía topográfica veterinaria; la cual se define como el estudio de las partes del cuerpo de un animal dividida en regiones. Esto sirve al estudiante o al cirujano, a comprender los diferentes estratos histológicos y así a la vez identificar los órganos y su disposición en los sistemas.

El equipo de la experiencia educativa de Anatomía Topográfica de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana presenta este portal de interés académico.

Gómez Raga Carolina
Reyes Castellanos Gabriela
Ríos Santiago Eduardo
Sánchez Barrera Andrés
Sánchez Gutiérrez A. Guadalupe
Salazar Soto José Luis

12 mar 2008

Práctica # 1; ARETADO EN BOVINOS

Pese a las desventuras, peripecias e incomodidades que ofrece un día de nubes negras, de viento y tierra hirientes o de pequeñas grietas en los labios resecos... el grupo de estudiantes de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana se presentaron en la Posta Zootecnica Torreón del Molino, ubicada en esta ciudad y puerto de Veracruz, para iniciar con las técnicas de índole quirúrgicas y anatómicas de una de las experiencias más importantes del semestre, la Anatomía Topográfica Veterinaria Aplicada. El Dr. Antonio Hernández Beltrán, citó al grupo en la Unidad de Bovinos de la PZTM, para iniciar con la técnica número uno, cual trataba de insertar una tarjeta de identificación en la oreja derecha de una especie.
La primera becerra a aretar poseía de siguientes características:
Especie: Bovino
Edad: 12 días
Peso: 47 kg.
Color: Café
Tarjeta de Identificación: K15


[Se calculó el peso de la becerra con ayuda de un instrumento de medición, que constituía de una banda larga y delgada, blanca, con números serigrafiados en negro. La banda poseía dos flechas, marcadas en sentido contrario una a la otra, las cuales debían colocarse en posición sobre la parte dorsal del animal. Una vez rodeado el tórax del animal y con las flechas exactamente en la parte dorsal del animal a nivel de la línea sagital media, uno de los compañeros jaló desde uno de los extremos de la banda, el cual era un especie de mango flexible que a su vez contenía un pequeño tubo numerado a escala de centímetros. El mango y su tubo de medición y la banda se unían por medio de un gancho, que este primero el Médico en Jefe indicó al asistente jalar exactamente dos centímetros. De este modo, gracias a la flexión y presión sobre la banda, las flechas se movían e indicaban el grosor de la especie, calculando un peso aproximado. Un instrumento que nos pareció muy interesante y que muchos de nosotros no habíamos visto.]

ARETADO Una de los consejos muy importantes que nos dio el profesor fue sujetar al animal por los ollares, y aunque se trataba de una especie pequeña en este caso, mostró algunos contratiempos al ponerse nervioso e incómodo. Uno de los compañeros metió los dedos en los ollares y así pudo aparentemente calmar al animal durante la dosis de anestesia, cuya dosis es de 1 milímetro por 3 cm. al área inyectar. El efecto comienza a partir de los dos a cinco minutos posteriores a su aplicación, pero, nos preguntamos, ¿le es posible con este método respirar tranquilamente a la becerra durante el procedimiento? ¿A caso no tapándole los ollares la ponemos más nerviosa, aunque la tengamos sujeta? No es una cuestión con afán de una crítica, sólo una pregunta que busca satisfacer una cuestión basada en la mera curiosidad, y que su propósito no es, en absoluto, poner en debate los métodos de la medicina veterinaria que son avalados por más de 500 años de estudio y práctica.
La primer ternera a la que se anestesió y colocó la tarjeta de identificación no fue, para nada, la que presentó más problemas. Luego de acabar la práctica con la primera, el personal de la Posta nos facilitó una segunda, más grande, y mucho más nerviosa y problemática. Es menester que el estudiante de medicina veterinaria entienda que este comportamiento debe se totalmente comprensible, que el animal presenta nerviosismo ya sea en diferentes tipos de grados y que la violencia es el recurso que nunca debe de utilizarse para lidiar con estos problemas, para eso existe una ciencia, la zootecnia. Uno de los compañeros sujetó inteligentemente al animal por las patas, poniéndola junto a la verja contra su propio cuerpo de él, de esta manera le sería imposible patear a uno de tantos estudiantes que se congregaban alrededor. Y aunque el animal se alzó en dos patas y movía salvajemente la cabeza en afán de defenderse por que no sabía que estaba pasando, al grupo se le hizo posible colocar la segunda tarjeta de identificación, además de que el animal ya contaba con el agujero en el cartílago de la concha.
El animal constaba de las siguientes características:

Especie: Bovino
Edad:
Peso: Aprox. 130 kg.
Color: Café muy claro
Tarjeta de Identificación: J69

A continuación, la práctica se continuó con otras especies y con diferentes grupos de estudiantes, para acentuar el conocimiento y los pasos que requieren para realizar la colocación adecuada de una tarjeta de identificación.


HEMATOCRITO Luego de haber culminado la práctica número, el Médico preparó todo y mostró la siguiente técnica: la realización de un análisis sanguíneo con el apoyo de un hematocrito. La técnica procedía en pinchar una de las orejas del animal con la única intención de hacer aparecer un pequeño sangrado, pequeño, indoloro, para que con un instrumento llamado capilar se guardara la sangre extraída.
Analíticamente, la técnica constaba de sujetar una de las orejas del animal, realizar una asepsia con una gasa, pinchar con una aguja preferentemente del número 3, sacarla de inmediato, dejar caer la oreja y esperar a que por el pequeño agujero empezara a escurrir una o dos gotas de sangre, para posteriormente poner el capilar que presenta forma de un pequeño y diminuto popote. Uno de los extremos del capilar se colocaba exactamente en el camino de las gotas de sangre que escurrían por la oreja del animal, para ser absorbido por el capilar. Es importante llenar este a poco más de la mitad y no menos de tres cuartas partes de la capacidad, para llevar a cabo un análisis de sangre satisfactorio.


Una vez que los equipos pasaron a realizar la práctica, se juntaron todos los capilares para luego ser llevados al laboratorio y colocarlos en una centrífuga que separa las células sanguíneas del plasma para averiguar su proporción relativa y realizar otros análisis. Luego, el Médico en Jefe mostró la aplicación del aparato. Programó la función del mismo, que consta de una rotación muy veloz que se programaba por medio de una perilla de tiempo. El Médico mostró que el tiempo indicado era de 7 u 8 minutos, para que el plasma sanguíneo diera un mejor resultado y se separara del demás grupo de células sanguíneas. Al sacar las muestras, se vio como se había separado el plasma de las demás muestras: había un color amarillo, como de cerveza, que era el plasma, mientras que el color rojo intenso se trataba de los eritrocitos.


Por último para determinar el porcentaje total de plasma, eritrocitos y glóbulos blancos se colocó la muestra en un instrumento de medición de la sangre.

El Médico dedicó otras palabras a la explicación de otros instrumentos de medición y análisis, como algunos que servían, en su mayoría, para detectar enfermedades, la mayoría del trópico y finalmente agradeció nuestra participación y nuestra presencia, aunque nosotros somos los que agradecemos el tiempo y dedicación que puso para poder explicarnos todo pacientemente, con el material necesario. Esperamos nuevamente asistir a la Posta todos los miércoles para llevar a cabo otra de las técnicas veterinarias.

11 mar 2008

Práctica # 2; Métodos para Descornar Terneros

INTRODUCCIÓN


La elección de la técnica de descornado varía entre las técnicas genéticas o quirúrgicas. Los riesgos a los que se expone al ternero y al operador varían con la técnica empleada. Muchos productores escogen descornar a los terneros jóvenes porque las técnicas son más fáciles para el operador, y menos estresantes para los terneros y así demuestran su interés por el bienestar del animal. Aquí se describen los métodos más comunes usados para descornar:




a) Descornado con Sustancias Químicas Las sustancias químicas cáusticas impedirán el crecimiento de los cuernos, cuando estas se aplican adecuadamente en la base del brote de los nuevos cuernos en terneros jóvenes. Estas sustancias químicas están disponibles en forma de pastas o bastoncillos. Para su protección personal, se debería usar unos guantes desechables cuando aplique estas sustancias químicas. Para proteger al ternero, evitar la aplicación cerca de sus ojos. No se deben usar estas sustancias cáusticas durante el tiempo lluvioso.



T É C N I C A
1. Retire para atrás el pelo desde la base del brote del cuerno y aplique una capa delgada de sustancia cáustica sobre el brote de cuerno. El tamaño del brote del cuerno en un ternero de una semana de edad es aproximadamente el de una moneda de 25 Pts.




2. Vuelva el pelo a su posición normal.
3. Proteja al ternero y a la vaca de quemaduras cáusticas accidentales. Uno de los métodos usados es el de poner un parche pequeño de cinta aisladora o similar sobre el pelo en cada brote del cuerno. La cinta comúnmente se cae en 1 o 2 días.



b) Descornado con un aparato eléctrico recargable (Modelo: Buddex)
En este método, un cable de metal sumamente caliente destruye la sangre que abastece al cuerno - productor de la piel en la base del brote de cuerno. Este es un método conveniente para descornar terneros hasta 4 semanas de edad.


T É C N I C A
1. Siga las direcciones que vienen con el aparato descornador.
2. Mantenga la unidad en un ángulo recto con la cabeza.
3. Verifique que el cuerno - productor de piel se ha cortado completamente alrededor de la base del brote de cuerno.



c) Descornado con barra de hierro caliente Existen dos tipos de barras calientes, una es la barra que se calienta por electricidad 240 voltios y otra es la barra calentada por un soplete de gas, cualquiera de ellas destruirá el cuerno que produce la piel en la base del cuerno. Esta técnica funciona bien para terneros hasta las 12 semanas de edad. Sin embargo, esta técnica requiere una buena inmovilización del ternero. (Excepto para los terneros muy jóvenes, Se recomienda usar el método de bloquear el nervio del cuerno). Hay varios tamaños de barras para el descornado. El tamaño apropiado es aquel en el que el quemador hace un anillo completo alrededor de la base del cuerno. Use un cable de extensión para conectar el aparato eléctrico lo mas corto posible, para evitar la caída de tensión que se producen en los cables muy largos y lo cual puede limitar la cantidad de calor generada por el descornador.



T É C N I C A
1. Use guantes desechables para proteger sus manos.
2. Mantenga la oreja del ternero fuera del alcance de la barra para evitar que se queme.
3. Caliente la barra para descornar hasta que alcance el rojo vivo. En ambos aparatos, el eléctrico y el de gas los hierros funcionan mejor cuando se calientan "al rojo vivo".
4. Ponga la punta del quemador sobre el cuerno y aplique una presión suave. Cuando el pelo quemado comienza a echar humo, lentamente comience a rotar la barra con un giro de su muñeca.
5. Continúe la aplicación del calor de 10 a 15 segundos. No deje permanecer la barra de descornar en un mismo lugar por mucho tiempo y especialmente si los terneros son jóvenes. El calor puede transferirse mediante los huesos delgados de la calavera y puede dañar los sesos del ternero.
6. El descornado se da por terminado, cuando se vea un anillo de color cobreado alrededor de la base del cuerno.



d) Descornado con el método de cuchara o tubo Con este método, un tubo afilado de metal corta y remueve el cuerno - productor de piel, en la base del brote de cuerno. Use el tamaño apropiado de tubo para quitar el cuerno además de unos 3 mm de toda la piel alrededor del brote del cuerno.




T É C N I C A
1. Ponga el borde cortante del tubo sobre el brote de cuerno. Céntrelo sobre el brote.
2. Aplique presión al tubo; Tire y retuerza el tubo hasta que sienta que la piel ha sido cortada.
3. Haga la cortadura debajo del brote del cuerno y arránquelo con un movimiento extractivo.
4. Aplique un antiséptico a la herida. Limpie y desinfecte el borde cortante del tubo para utilizarlo con el siguiente.


e) Descornado con el método "Gouge o Barnes"
Con este método, el descornador rápidamente quita el brote del cuerno productor de piel. Este aparato para descornar es apropiado para terneros que tengan unos cuernos con una longitud máxima de 10 cm. Las cuchillas deben mantenerse afiladas para obtener mejores resultados.

T É C N I C A
1. Cierre los mangos hasta juntarlos.
2. Ponga la boca del aparato descornador sobre el brote de cuerno. El objetivo está en quitar completamente el círculo de piel que circunda la base de cuerno.




3. Presione el descornador gouger suavemente contra la cabeza. Mantenga la presión y rápidamente abra los mangos para quitar el cuerno y la piel.




4. Controlar la hemorragia tirando hacia fuera de las arterias usando un fórceps o usando una barra calentada al rojo vivo para cauterizar la arteria.


5. Limpiar y desinfectar las bocas de corte del descornador gouger para poder utilizarlo en otro ternero.



f) Bloqueo del Nervio del Cuerno
Un nervio provee el sentido a cada cuerno. Esta técnica hace que el descornado sea más fácil para el ternero y para la persona que hace el trabajo. Usted debe bloquear un nervio en cada lado de la cabeza. El anestésico lidocaine es una droga de prescripción facultativa y está únicamente disponible con receta veterinaria.

T É C N I C A
1. Inmovilice al ternero atándolo a un poste con un anilla o en una jaula de embarque o de vacunación.
2. Para los terneros se debe usar una jeringa del calibre 18 con una aguja de 25mm y 5 cc de lidocaine con epinefrina para cada cuerno.
3. Ubique el sitio de la inyección palpando con su pulgar en la piel en el lado de afuera de la esquina del ojo. Usted sentirá una depresión mullida en este sitio. Ahora, mueva su pulgar hacia atrás en dirección al cuerno. Usted apreciara una ranura pequeña que recorre el hueso de la calavera. El nervio corre a lo largo y debajo de esta ranura. El sitio de inyección es a medio camino entre la esquina del ojo y la base del cuerno.



4. Manteniendo la cabeza del animal constantemente inmovilizada y con la aguja en la jeringa, pinche con la aguja a través de la piel en el sitio escogido para inyectar. La aguja debería penetrar perpendicular a la calavera. Una vez perforada la piel, inyecte sobre 1.5 cc del contenido de lidocaine. Empuje la aguja unos 6 mm dentro e inyecte otros 1.5 cc. Empuje otra vez la aguja otros 6mm a dentro e inyecte los últimos 2 cc de lidocaine. Entonces retire la aguja. Si usted toco el hueso con la punta de la aguja, retire ligeramente la aguja e inyecte el resto de lidocaine.
5. Repita esta operación sobre el otro lado de la cabeza. El anestésico lidocaine es parecido al producto usado por los dentistas para congelar su diente. Usted puede necesitar esperar varios minutos para que surta efecto. Proceda a bloquear los nervios de otro ternero y esto le dará el tiempo necesario para poder volver a descornar al primer ternero. Para información adicional, por favor llame a su veterinario local.




10 mar 2008

Práctica #3


FAMACHA
El Nombre proviene de su primer ideólogo : Francois (FAffa) MAlan CHArt.

¿QUÉ? Es un método especialmente dirigido a ganaderos que se ha venido desarrollando desde 1990, el cual nos ayuda a evaluar el estado anémico de un animal para de esta manera poder determinar si es necesario desparasitarlo o no.

¿CÓMO?En los estudios llevados a cabo para llegar a la conclusión del método FAMACHA se realizaron pruebas de hematocrito, análisis de heces y valoraciones críticas. Con todo esto, se relacionó cada nivel anémico con un color (tono) de la conjuntiva del animal, de la siguiente manera:


¿CUÁNDO & DÓNDE? Los alumnos de la FMVZ de la UV, en su práctica #3, llevaron a cabo este procedimiento (con ayuda de una guía como la anterior) para determinar anemia en ovinos y caprinos del rancho de la escuela.
Nuestro equipo trabajó con un total de 15 cabras de distintas edades, y después de un ir y venir tras de ellas, se obtuvieron los niveles de anemia de acuerdo a lo siguiente:

* Después de esta tarea, nos dispusimos a realizar el hematocrito. Extrajimos sangre con un capilar a 5 cabras elegidas al azar (marcadas en tabla); consiguientemente se centrifugó dicha sangre (separar glóbulos rojos, blancos y plasma), y para finalizar, se contabilizó el volumen celular tal y como se hizo en la práctica #1.
Fueron 5 las cabras de las cuales analizamos su sangre (marcadas en la tabla) y el porcentaje del hematocrito varió desde 19 a 23%


¿POR QUÉ? Entre los parásitos más comunes de las ovejas y cabras, encontramos varias especies de Haemoncus, los cuales son unos vermes succionadores de sangre que producen anemia severa causando bajas en la productividad. Debido a esto es de gran importancia realizar en nuestros animales una prueba sencilla y sin costo alguno como la FAMACHA. Este sistema ahorra mucho dinero además de no crear resistencias innecesarias a los antiparasitarios.


¿PARA QUÉ? En sí, lo más común es analizar las heces para ver la carga parasitaria, sin embargo, reflexionando sobre el asunto e investigando, se concluye que como los animales se encuentran en constante relación con los parásitos, no es necesario saber cuáles cabras están parasitadas, sino cuáles no toleran estos parásitos, y por dicha razón están presentando altos niveles de anemia.
En la siguiente tabla se muestra la situación de nuestras cabras:

* Como podemos apreciar, ninguna cabra se encuentra en los valores extremos (excelente y pésima condición), sin embargo, el mayor número de cabras si posee una anemia considerable, por lo cual es probable que estas cabras reciban una desparasitación próximamente. Anexando que el plasma sanguíneo no posee el color adecuado (parecido a la cerveza), sino que es mucho más pálido, lo cual confirma un nivel bajo de β-carotenos, por lo cual se les debe suministrar complementos vitamínicos.






9 mar 2008

Práctica # 4; Piezas dentarias (determinación de la edad)






Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracuzana

Odontología Veterinaria
Determinación de la edad en equinos y bovinos.

Determinación de la edad en los caballos
La edad de los caballos puede determinarse con exactitud en base a la examinación de los dientes incisivos y molares. También, para el estudio, dividideremos al grupo de miembros dentales en temporales y permanentes.

Dientes Temporales
El potro al nacimiento empieza su dentición con solamente 2 incisivos temporales en cada mandíbula. Y a partir de aquí, el animal contará en total con 24 dientes temporales, los cuales son mucho más pequeños que los permanentes.

Dientes Permanentes

El caballo tiene de 36 a 40 dientes permanentes: 6 incisivos en cada mandíbula, 6 molares a cada lado de ambas mandíbulas, y 4 caninos situados entre los incisivos y los morales de las mandíbulas, superior e inferior. Los caninos emergen cuando el caballo tiene 4 años. En los machos son grandes mientras que en las yeguas son pequeños o bien, ausentes.

A continuación, se presenta un esquema de la dentición del caballo según la edad y sus fórmulas dentarias. Las fórmulas dentarias facilitan el trabajo del cálculo de la edad y resultan un análisis más rápido.


EDAD DESCRIPCIÓN ANATÓMICA FÓRMULA
Nacimiento 2 incisivos temporales 4I 0C 0M

Un mes 4 incisivos y 3 molares temporales 8I 0C 12M
a cada lado.

6 – 9 meses 6 incisivos temporales 12I 0C 12M

1 año 4 molares (cuarto molar es per- 12I 0C 16M
manente).

Año y medio 5 molares 12I 0C 20M

2 años y medio 2 permanentes sustituyen a 12I 0C 20M
2 temporales.

3 años y medio 4 dientes incisivos 12I 0C 20M permanentes.

4 años 4 caninos y 6 molares. 12I 4C 24M

4 años y medio 3 incisivos permamentes. 12I 4C 24M


A partir de los 5 años, cuando el animal ya tiene toda su dentadura permanente y ha alcanzado el desarrollo final de sus dientes, empieza un desgaste progresivo, cuyo análisis para determinar la edad se basa en el punto de contacto de los dientes incisivos (mandíbula superior con mandíbula inferior) y la forma del desgaste de la superficie del diente, (la corona) que puede ser circular, ovalada o triangulada, siendo en este orden el nivel progresivo de desgaste dental.


Otra forma muy útil de identificar la edad de un caballo, más específicamente entre los diez y treinta años, es una depresión en la superfice externa del diente, llamada Surco de Galvayne. El desarrollo de este surco determina el avance del desgaste del diente y por lo tanto, la edad del caballo.

Determinación de la edad en los bovinos
Los bovinos presentan 20 dientes temporales, conformados por 8 incisivos y 12 premolares, y cuando son remplazados por los dientes permanentes suman en total 32 dientes; 12 premolares y 12 molares.

Hay que señalar que distintas patologías, así como el estrés o una deficiencia nutritiva pueden alterar en gran medida la determinación de edad en un bovino, al grado de hacer una diferencia de hasta seis meses entre la edad real del animal en contraste con su estado de salud.

18 Meses
El animal posee cuatro pares de dientes incisivos temporales, observando que el cuarto par está escondido por el tercero. Es decir, se explica por que están acomodados en forma de arco.

19 Meses
Se observa una especie de diastema en el par de incisivos centrales, siendo esto más evidente y progresivo hasta los 20 meses.

20 Meses
Luego de la separación del par central de incisivos, éstos se caen para ser remplazados por un par de incisivos permanentes.

21 Meses
Se remplazan los incisivos centrales o “pinzas” temporales por unos permanentes.

23 Meses
Las llamadas pinzas alcanzan su madurez, observando una morfología notoria y muy diferente que cuando apenas surgieron, a los 21 meses y se desarrollaron a los 22.


25 Meses
Inicia exactamente el mismo procedimiento de la separación de un par de incisivos, esta vez siendo los medianos.

26 Meses
Empiezan la caída del par de los incisivos medianos, con una notoria inflamación gingival.

27 Meses
Los incisivos medianos permamentes han alcanzado una cuarta parte de su desarrollo, traduciéndose como una cuarta parte dental saliente de la encía.

31 Meses
Se encuentran totalmente maduros los incisivos centrales y medianos, y es cuando se caen los incisivos segundos medianos) y empiezan a surgir los permanentes.

32 Meses
Los incisivos centrales, los medianos y los segundos medianos están totalmente desarrollados, a excepción de los incisivos últimos o extremos, que aún son de leche y cambiarán por permamentes a partir de los 36 meses.

Práctica en el PZTM
En la Posta Zootécnica aplicamos estos conocimientos a partir de una guía al momento de salir al campo y visitar los módulos de equinos y bovinos, para examinar la dentadura de los animales y así determinar la edad. 5 equipos de estudiantes analizamos primero a bovinos, y estos fueron los resultados:

Especie: bovino
N°. Identificación: 365
Sexo: Hembra
Edad: 15 años.

Especie: bovino
N°. Identificación: B29
Sexo: hembra
Edad: 10 años

Especie: bovino
N°. Identificación: D63
Sexo: Macho
Edad: 9 años

Especie: bovino
N°. Identificación: I50
Sexo: Macho
Edad: 1 año y medio


Especie: bovino
N°. Identificación: G24
Sexo: Macho
Edad: 1 año y medio

Especie: bovino
N°. Identificación: I69
Sexo: Macho
Edad: 1 año y medio

Especie: bovino
N°. Identificación: I23
Sexo: Macho
Edad: 1 año

Especie: bovino
N°. Identificación: I34
Sexo: Macho
Edad: 19 meses

En los equinos, los resultados fueron los siguientes:

Sexo: Macho
Color: gris
Edad: 4 años y medio.

Sexo: hembra
Color: café
Edad: 13 años.

8 mar 2008

Práctica # 5; Sondeo Nasogástrico en Equinos

El sondeo nasogástrico es una práctica muy últil contra los padecimientos de los CÓLICOS en caballos, que de no ser tratados a tiempo ni eficientemente pueden llevar a la muerte al animal. Las causas de los cólicos pueden variar, desde el estrés que da aparición a patologías como la gastritis y las úlceras, y la causa más común, por PARÁSITOS.

La sonda nasogástrica permite de una forma rápida acceder al estómago del animal y suministrar medicamento. La mejor cura para estos padecimientos es la prevención. Se recomienda suministrar desparasitantes a cualquier caballo para prevenir patologías gastrointestinales.

Una forma de suministrar desparasitante es por medio de la SONDA NASOGÁSTRICA, un tubo de plástico no muy grueso que entra por los (1)ollares del animal, atraviesa los (2) meatos nasales, entra por el (3)esófago y llega hasta el (4)estómago, donde se puede suministrar el medicamento previamente diluido en agua, por medio de un embudo. Los medicamentos más recomendables para estos casos son la ivermectina, albendazole y el levamisol.


En la Posta Zootécnica Torreón del Molino de la Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia de la Universidad Veracruzana, se llevó a cabo este método de desparasitación bajo la supervisión del médico en jefe el Dr. Antonio Hernández Beltrán. Se organizaron equipos de cinco o seis compañeros y habiendo diluido el medicamento de polvo en agua, se colocó en un cubo de plástico para ser suministrado vía sonda. Un embudo en el extremo de la sonda bastó para vertir el líquido con el medicamento para que viajara hasta el otro extremo de la sonda, que se hallaba en un ollar del animal, y así su viaje directo hasta el estómago del animal.

*También se realizaron otros tipos de desparasitaciones, como en el caso de contar con un medicamento en pasta, el cual se coloca en el paladar duro del animal y este automáticamente lo mastica o traga, sin mayor problema.

- Estas son las anotaciones a los pacientes a quienes se realizó la práctica del sondeo nasogástrico:

Caballo 1
Peso: 309 kg.
Edad: 4 años
Desparasitado con medicamento en pasta

Caballo 2
Peso: 340 kg.
Edad: 4 años 1/2
Desparasitado por vía sonda

Caballo 3
Peso: 300 kg.
Edad: 10 años
Desparasitado con medicamento en pasta

Caballo 4
(desparasitado por este equipo)
Peso: 412 kg.
Edad: 5 años
Desparasitado por vìa sonda

7 mar 2008

Practica Nº6; Extirpación del ventrículo Laríngeo en el caballo



INTRODUCCIÓN

Para poder aplicar esta técnica en caballos es muy importante saber la anatomía de la laringe saber los planos anatómicos que encontraremos al momento de la cirugía, entre otras cosas, a continuación se dara una descripción de la región.


REGIÓN DE LA LARINGE


Estructura



Es un órgano tubular que une la faringe con la tráquea. Consta de las siguientes partes:
§ Epiglotis.
§ Vestíbulo (hasta los pliegues vocales).
§ Pliegues laríngeos.
§ Cavidad laríngea.


Planos Anatómicos: 1º Cutáneo;2º Subcutaneo; 3º Conjuntivo; 4º Muscular, 5º Conjuntivo,6º el conducto laringotraqueal y las goteras laterales, 7º el conducto esofágico.

Su mucosa consta de:
epitelio plano estratificado no queratinizado en la epiglotis, el vestíbulo y los pliegues laríngeos.
Epitelio respiratorio en la cavidad laríngea.
La lámina propia submucosa es de tejido conjuntivo denso en la epiglotis, y laxo en la cavidad laríngea.
Tiene nódulos linfoides y ligamentos laríngeos de dos tipos. El pliegue vestibular es de fibras colágenas y se localiza en un saliente de mucosa. Son las llamadas cuerdas vocales falsas.
Los pliegues vocales o cuerdas vocales son fibras elásticas encerradas en un pliegue de mucosa.
Los ventrículos laríngeos son entrantes que se localizan por detrás del pliegue vestibular. No aparecen en ciertas especies como rumiantes y gato. En el caballo están revestidos por epitelio respiratorio y en carnívoros y cerdo por epitelio plano estratificado.








Además encontramos:
Cartílagos laríngeos, hialinos o elásticos.
Músculos laríngeos de fibra muscular esquelética. Se dividen en extrínsecos (intervienen en la deglución) e intrínsecos (intervienen en la fonación).
Adventicia de tejido conjuntivo laxo.




CARACTERISTICAS







Aspecto externo:Ancha con respecto a la longitud. Orificio anterior muy oblicuo.
Cartilago aritenoideo
Angulo de la abertura formado por la unión de los cartílagos corniculados. Es angosto y agudo en forma de "V"invertida.
Cartilago epiglótico
Alargado y oval, punta aguda y bordes redondeados e irregulares.
Cartílago tiroides
Escotadura tiroidea con ligera prominencia laringea rostral. Se articula con el hueso hioides.
Caracteres interno:El ventriculo lateral comunica con un sáculo, entre los pliegues ventricular y vocal y los musculos. El sáculo está dirigido hacia atrás y arriba. Ventriculo medio presente.
Pliegue vocal :Oblicuo con extremo dorsal más caudal.



Esta técnica se aplica cuando se presenta los siguientes problemas en los caballos:


Parálisis de laringe: comúnmente se le llama ronquido, y es causada por el desgaste de los músculos alrededor de la tráquea. Los nervios se atrofian, causando parálisis y falta de aire en los pulmones, y en consecuencia, el caballo hace ruidos sibilantes al respirar. Los caballos que sufren esta enfermedad roncarán siempre durante los ejercicios intensos. Es progresivo, y si sufren una parálisis parcial de la laringe con el tiempo sus ronquidos aumentan y su rendimiento disminuye. El caballo también puede verse afectado por sinusitis, tos y enfriamiento, además de que pueden sufrir hemorragia pulmonar (EIPH).


El que el caballo ronque tiene relación, con un problema en el paso de aire a través de la laringe, hacia y desde los pulmones. Que puede tener dos causas principalmente el Desplazamiento dorsal del paladar blando (DDPB), una Neuropatía laringeal recurrente (NLR) o un atrapamiento epiglótico.





El DDPB, provoca que el paladar blando se posicione sobre la epiglotis (estructura que regula el paso de aire hacia la laringe), su posición normal es bajo ella, obstaculizando el normal flujo de aire hacia el sistema respiratorio, lo que en mayor o menor medida repercutirá en el rendimiento del caballo, dependiendo de cuan intermitente ocurre el desplazamiento durante el ejercicio, o si este es permanente.









El NLR, es producto de una degeneración del nervio laringeal recurrente, el cual acciona un músculo que hace que la laringe se abra y aumente el espacio para el paso del aire. Es así como la laringe pierda tonicidad y al igual que el caso anterior el paso de aire se hace turbulento y genera el ronquido, además de la disminución del paso de aire a los pulmones.



Extirpación del ventrículo Laríngeo en el caballo
(Modificación de Günther-Williams)

Indicaciones: Silbido laríngeo, hemiplejía laríngea.

El objetivo de la operación no es el restablecimieento de la función del N. Recurrente, sino un establecimiento del funcionalismo local.

Anestesia: General

Instrumental: Bisturis, tijeras, erinas, pinzas de hemostasia, separador automático de laringe, aguja de Deschamps, traqueotubo de Pape, portatorundas, portaagujas, material de sutura.

Desarrollo de la intervención: Se derriba al caballo siguiendo cualquiera de los métodos habituales, se coloca en decúbito supino, se rasura la región laringea y vecinas, se limpia y se desinfecta y se delimita el campo operatorio con los paños de campo, previa ligera extensión de la cabeza.
En el punto de intersección de una línea que pase por el borde caudal de los ángulos de la mandíbula, con la línea media, se encuentra: la piel, por debajo de esta las fascias y músculos y por de bajo de estos la parte media del ligamento cricotiroideo. Si la capa no esta muy desarrollada, (M. esterno-hioideo, M. omo-hioideo, M. esterno-tiroideo), se puede palpar directamente tanto la escotadura tiroidea como el cartílago tiroides. Con una musculatura mas desarrollada esto solo se consigue con una ligera flexión del cuello.
La incisión efectuada debe localizarse siempre en la línea media, y se extiende cranealmente desde el ligamento cricoides hasta 7-10 cm. El operador se coloca alado derecho del animal. Las capas musculares se inciden por disección roma y se separan mediante erinas. Después de limpiar la zona operatoria con torundas, se localiza la escotadura tiróidea y se clava el bisturí en la línea media de la laringe, directamente craneal al cartílago cricoides, sin seccionar el mismo. La Incisión se prolonga con el bisturí recto botonado (para evitar lesionar la glotis), en dirección ascendente hasta la escotadura tiróidea. De esta manera se inciden: el conjuntivo, el tejido adiposo que contienen abundantes vasos, la parte del ligamento cricotiroideo y la mucosa laringe. Se necesita un ayudante el que mantiene fijo y bien abierto el separador automático.
Después se retira todos los acumulos sanguíneos y de secreciones laringeos y se comprueba al lado paralítico, viendo la inmovilidad o limitación extensa para los movimientos, también la asimetría (casi siempre en el lado izquierdo). Después se coge la mucosa de la parte mas profunda del ventrículo laringeo, con una pinza de Pean y se evierte, atrayéndola hacia la luz laringea, sin dejar restos de mucosa ocultos, de tal manera que quede evertido el ventrículo laringeo como un dedo de guante hacia la luz de la laringe.
La parte caudal de la mucosa del ventrículo laringeo se incinde con las tijeras, junto ala cuerda vocal. Desde aquí se va separando la mucosa, con una incisión circular, de toda su base. La herida que deja la mucosa extirpada se puede suturar, fijando simultáneamente la cuerda vocal.
Después de extirpar el ventrículo laringeo se puede resecar la cuerda vocal afecta, después de haber perforado la membrana mucosa en el punto de inserción de la cuerda vocal.
Finalmente se limpia la laringe de coágulos y se quita el separador. Se fijan los músculos con dos puntos de catgut. El cierre de la herida se hara en bloque para evitar la aspiración de colgajos musculares o colgajos cutáneos. El resto de la herida permanece abierta.

6 mar 2008

Práctica #7: Ultrasonido en Bovinos

Introducción
Desde hace ya muchos años, la Ecografía o Ultrasonografía está siendo utilizada por muchos veterinarios en el medio rural como una herramienta importante en el manejo, diagnóstico y tratamiento de los procesos reproductivos en los animales domésticos. Sus comienzos en nuestra área se remontan a los años 80, donde se comenzó a utilizar en yeguas, y más tarde en vacas, utilizando en ambas la vía transrectal.



APLICACIONES EN REPRODUCCIÓN ANIMAL
El campo de aplicaciones de la Ultrasonografía es muy vasto, y en estos últimos años han aumentado las mismas, a través de la Biotecnología de la Reproducción. Sólo para comentar algunos de los tantos usos del Ecógrafo en estas áreas, tenemos:
- Estudio de ovarios y útero durante el ciclo estral y gestación
- Diagnóstico de patologías del aparato reproductor

- Diagnóstico precoz de gestación
- Determinación precoz del sexo fetal
- Guía para punción y aspiración folicular y colecta de ovocitos
- Estudio de la viabilidad embrionaria
- Determinación de la edad de gestación
- Evaluación ginecológica de donantes y receptoras de embriones
- Determinación de momento de inicio de superovulación de donantes
- Estimación de la respuesta superovulatoria
- Estudio del momento la aplicación de agentes luteolíticos para sincronizar celos
- Evaluación de respuesta del ovario a otros sistemas de sincronización de celo
- Determinación del momento y / o tasa de ovulación para servicio (yeguas-cerdas)
- Determinación de preñeces múltiples (ovejas - cabras - cerdas - perras)
- Determinación precoz de mellizos para dejar uno (yeguas)
- Aplicación en los machos, para estudio de glándulas accesorias, testículos y epidídimo
.


EXAMEN ECOGRÁFICO TRANSRECTAL EN VACAS Y YEGUAS

Tanto en la vaca como en la yegua, se utiliza sólo esta vía para el estudio del aparato reproductor. En el caso de la yegua, es conveniente evacuar la ampolla rectal previamente, a los efectos de no realizar movimientos forzados con el transductor en la mano, y así evitar lesiones del recto. Al mismo tiempo, se recorre el borde anterior de los cuernos y el cuerpo, para dejar bien posicionado el órgano, listo para el estudio ultrasonográfico.



Esquema demostrativo del Estudio Transrectal.

OVARIOS
Los ovarios son fáciles de explorar en ambas especies, y debemos reconocer
en ellos las estructuras funcionales: folículos y cuerpo lúteo. Los folículos son visibles como cavidades negras o anecogénicas, con un borde muy fino, y a veces de contorno irregular por la compresión de otras estructuras del ovario.


Su tamaño va creciendo durante el ciclo estral de la vaca a razón de 1.5 a 2.5mm por día, llegando el folículo dominante a 15-20 mm en el momento previo ala ovulación. En las yeguas, el folículo preovulatorio mide entre 35 y 60 mm, siendo monitoreado por el ecógrafo hasta determinar el momento de la ovulación y posterior servicio de monta natural o inseminación.


¿Que observamos en la práctica?
Las siguientes observaciones fueron realizadas en las instalaciones del INIFAP de Paso del Toro, ver.







3 mar 2008

Práctica #8: Preparación de cadáveres

Técnica para la preparación de cadáveres por el método de inducción intravascular

La inmersión es un método que se usa frecuentemente por las escuelas de medicina oleopata (medicina humana). Consiste en que los cadáveres preparados por el método de la inducción, vía intravascular, con sustancias preservativas, son sumergidos en tinas o estanques lo cuales contienen soluciones, que evitan los hongos, las larvas de las moscas y lo más importante, el resecamiento del cadáver que se da generalmente al contacto con el ambiente.
La práctica que se describirá en esta práctica es similar a la anterior, siendo adaptada con unas modificaciones y, por supuesto trabajando en perros, borregos, equinos, etc., presentando al animal dietado 12 hrs. Antes de su sacrificio, y también desparasitado para evitar la presencia de garrapatas, ácaros..
En esta ocasión trabajaremos con ovinos, dado que nos interesa conocer a esta especie poligástrica, ya que en el curso pasado trabajamos con especies monogástricos (perro). La intención mera de preparar un borrego es conocer la disposición de sus cuatro estómagos, sin embargo, realizaremos posteriormente otras disecciones en otras regiones del cadáver.

METODOLOGÍA
La anestesi ideal para todas estas especies no es fácil de obtener, y requiere de un conocimiento farmacológico y propedéutico previo.
Todos los materiales, como anestesia, jeringas, formol, etc., nos será proporcionado por la facultad al igual que el laboratorio de Anatomía
.

Localización de la arteria carótida primitiva
La preparación de cadáveres por éste método, emplea vía vascular para la distribución de las sustancias preservativas, para embeber de ellas los tejidos del cadáver. Para tal fin tenemos que localizar una arteria que sea más o menos accesible, entre las que tenemos: la carótida primitiva, la femoral, la axilar; de ellas la usualmente empelada por ser la más cercana al corazón y por ende la vía óptima para realizar la sangría, será la
ARTERIA CARÓTIDA PRIMITIVA.



Para localizar la arteria antes mencionada, se practica una incisión en la región topográficamente hablando, cervical inferior, específicamente sobre la subregión traqueal, en su parte media, zona que deberá estar afeitada.
Esta región esta formada por los siguientes planos:
1. CUTÁNEO
2. CONJUNTIVO
3. SUBCUTÁNEO
4. MUSCULAR
5. CONJUNTIVO
6. CARTÍLAGO MUSCULOMEMBRANOSO
7. CONECTIVO
8. ESÓFAGO
9. MUSCULAR


corte transversal del cuello



La incisión primaria comprende únicamente el plano cutáneo. Posteriormente, se interesa la lámina muscular formada principalmente por: músculo ESTERNOHIOIDEO y OMOHIOIDEO, dejando al descubierto la tráquea y el paquete vasculonervioso que corre lateralmente a ella, a todo lo largo de la región.
Se debrida el paquete identificando la arteria fácilmente por medio del tacto. Siendo necesario separar del conjunto los dos elementos neurológicos que acompañan la arteria, los cuales son el NERVIO VAGO y el NERVIO RECURRENTE: estos 2 no deben ser seccionados.
Una vez identificada y separada la arteria del resto de los elementos del paquete, se procederá a practicar una ligadura en su porción más craneal y a realizar una muesca o corte incompleto en la arteria, debajo de la ligadura, dejando correr libremente la sangre fuera del vaso. El doble objeto de este método es que se realiza bajo la anestesia general, siendo así, incruenta y al mismo tiempo se necesita que el corazón siga su trabajo normal, expeliendo la sangre con potencia a tráves de la sección practicada en el vaso para facilitar el desalojamiento sanguíneo de las regiones distales al corazón, puede colgarse al espécimen del tren posterior.

Canalización e inducción
Por el sitio exacto en donde se practicó la sección se introduce la cánula realizando un amarre de seguridad, alrededor de la cánula ya canalizada.
La solución preservativa, introducida a la bomba está compuesta de:

Agua corriente 50%
Formol 20%
Alcohol etílico 10%
Fenol en solución (al 40%) 10%
Glicerina 10%

Al finalizar la inducción, constatando que los tejidos estén perfectamente embebidos de la solución. Si la sangría no fue correcta, se recomiendan inyecciones con jeringas hipodérmicas, en las porciones distales, con la misma solución. Al terminar se sutura la incisión en el cuello empleando puntos separados.

Conservación y mantenimiento
La bolsa no permitirá que se volatilice y evitará el resecamiento del animal. La solución mantendrá húmedos los tejidos y les preservará de larvas, moscas y hongos, llegando a mantenerse en condiciones aceptables un cadáver bien trabajado durando de 12 a 16 meses.
El cadáver ya preparado se pondrá al aire y al sol, hasta lograr que quede completamente seco. A continuación se introducirá dentro de una bolsa de plástico para guardarlo en una cámara de gas cerrada.


¡AHORA SÍ A ESTUDIAR AL BORREGO!!


Práctica #9: Auscultación Cardiopulmonar

Auscultación Cardiopulmonar en Vacas y Caballos

Una de las técnicas primarias en una revisión clínica en cualquier especie, es la auscultación cardiopulmonar. Se trata sencillamente de la escucha de los latidos del corazón, y en su caso, de los movimientos de llenado y vaciado de los pulmones. Un caso patológico en estos órganos daría, como consecuencia, la escucha de sonidos vibrantes, quebradizos y continuos; se sabe que un buen estado de salud de los pulmones da como resultado una ausencia de sonido tras la auscultación. Antiguamente se usaba la auscultación mediata, que trata de la escucha de los movimientos de los órganos colocando directamente el oído con la piel del animal. Hoy en día es muy práctico el uso de un estetoscopio, que nos permite escuchar de mejor manera los movimientos de los órganos y así detectar las anomalías precedentes a una patología, como el movimiento de agua en los pulmones.




¿Pero dónde se realiza una auscultación

Existen parámetros anatómicos para crear una zona imaginaria donde es útil la auscultación. Se usan de referencia las costillas del animal, y el tamaño de la zona varía según la especie. Por ejemplo, en rumiantes grandes y pequeños se crea una zona en el lado izquierdo del animal, con los límites de las costillas 11ª, 9ª, y 6ª, trazando una imagen de abanico en el costado del tórax del animal. Aproximadamente entre la novena y onceava costilla, a nivel de la articulación con la vértebra, es recomendable colocar el estetoscopio y así escuchar los sonidos de los pulmones. En cuanto al corazón, se usa de referencia el espacio intercostillar de la tercera y quinta costilla.





En un caballo, por ejemplo, la dinámica es la misma, sólo que los parámetros cambian. Se crea una zona existente entre la decimosexta, onceava y sexta costilla. Para la zona del corazón, se utiliza el espacio entre la tercera y sexta costilla.
En la PZTM el grupo del médico en jefe el Dr. Antonio Hernández Beltrán hizo la práctica en varios bovinos y un equino, encontrando un movimiento de los pulmones y corazones normales.





¿Cuándo se sabe por medio de la auscultación que un órgano esta fallando?


En una ascultación cardíaca se deben tomar en cuenta los siguientes factores en cuanto a los latidos: la frecuencia, la intensidad y el ritmo. La presencia de ruidos anormales también es un factor patológico.
Normalmente el ritmo cardíaco se produce en tres tiempos. El primer tiempo es grave, profundo, largo y fuerte, mientras que el segundo es más agudo y corto. En casos de hipertensión sólo se perciben los dos primeros tiempos pues tras el aumento de la frecuencia cardíaca el ciclo se acorta.

Una patología común detectable tras la auscultación cardíaca es la repetición de uno de los tiempos, y es más común aún en pequeñas especies. Aunque para esto influyen muchos factores, los más comunes son anomalías en el llenado ventricular. Los tiempos también pueden ser desplazados por ruidos anormales, causados principalmente por lesiones endocárdicas, insuficiencia del cierre valvular o la prescencia de orificios anormales en el pericardio y/o miocardio.
En los pulmones, es más sencillo detectar anomalías. Normalmente, el sonido pulmonar es carente, pero el cambio de maticidad es provocada muchas veces por masas en el órgano, líquido o inflamaciones de la pleura o derrames de la misma
.

2 mar 2008

Practica #10 Bloqueo paravertebral proximal y distal




INTRODUCCIÓN

Estas técnicas se realizan en el ganado vacuno para facilitar el abordaje a al cavidad abdominal. Se bloquean los nervios iliohipogástrico (T13), ilioinguinal (L1) y génitofemoral (L2) que inervan la pared abdominal. Esta área es muy importante ya que los 3 nervios abarcan la zona de la fosa del ijar (zona más indicada para laparotomías en vacas).
Existen dos técnicas, el bloqueo directo (proximal) mediante tres inyecciones en el agujero de conjugación o la indirecta (distal) con seis inyecciones colocadas por encima y debajo de las apófisis transversas de las vértebras L1 y L2. Para anestesiar la zona más caudal del abdomen y la glándula mamaria, debe realizarse entre L3 y L4 (inconv. puede aparecer una debilidad en las extremidades posteriores por afección parcial de las vías motoras del N. Femoral y N. Isquial).

BLOQUEO PARAVERTEBRAL PROXIMAL (Farquharson, Hall o Técnica de Cambridge)

Esta técnica es utilizada en cirugías de laparotomía en pie como: ruminotomía, cecotomía corrección de desplazamiento abomazal, obstrucción intestinal (vólvulos).
Anatómicamente, es muy fácil realizar esta técnica debido a que las costillas se palpan muy fácilmente. Las vértebras lumbares van incrementando su apófisis transversa conforme van más atrás.

Área donde se aplica la inyección: Cuando se detecta la primera apófisis transversa de L1 y L2, se encuentra el nervio L1 (íleoinguinal) y se puede anestesiar. Entre L2 y L3 está la L2 (genitofemoral).
En la extremidad dorsal de la apófisis transversa de la ultima vertebra torácica (T-13, 1ª y 2ª vértebras lumbares (L-1 y L-2) es el sitio donde se coloca la aguja. Las raíces dorsales y ventrales de los últimos nervios torácicos (T-13) y 1º y 2º nervios lumbares que emergen del foramen intervertebral son insensibilizados.





El anestésico: Es Lidocaina o Xilocaina al 2% 10-15 ml en cada sitio de emergencia.
Aprox. A los 10 minutos hace efecto la anestesia.

Resumen del bloqueo
Analgesia de la piel.
Escoliosis hacia el sitio desensibilizado debido a la parálisis de los músculos paravertebrales.
Incremento de la temperatura de la piel debido a vaso-dilatación(paralisis de los nervios vasomotores).
Duración de la anestesia: aproximadamente 90 minutos.



ANALGESIA PARAVERTEBRAL DISTAL
( Magda, Cakala, o Técnica Cornell)

Se intentan coger los troncos nerviosos después de dar la rama dorsal que protege al canal vertebral. La rama ventral rápidamente da una rama ventral dorsal y una rama ventral ventral. La anestesia paravertebral distal intenta bloquear la rama ventral dorsal y la rama ventral ventral. Se dan 6 pinchazos.

  • El nervio T13 se inyecta en
    la parte dorsal y ventral de la apófisis transversa de
    L1.


  • El nervio L1 se inyecta en la parte
    dorsal y ventral de la apófisis transversa de L2.


  • El nervio L2 se inyecta en la parte dorsal y
    ventral de la apófisis transversa de L4. Se palpa la apófisis transversa y se
    pincha.


Área donde se aplica la inyección:
  • Las ramas dorsales y ventrales de los nervios espinales T13, L1 Y L2 son desensibilizados en los vértices de las apófisis transversas vertebral L-1, L-2, y L-4.


  • La aguja se inserta por debajo de los vértices de las apófisis transversales lumbares, de 10-20 ml de Lidocaina o Xilocaina al 2% son inyectadas en forma de abanico.


  • La aguja es completamente retirada y reinsertada dorsal a la apófisis transversa, donde la rama subcutánea de la rama dorsal es bloqueada con 5 ml del analgésico.


  • El procedimiento es repetido en la segunda y cuarta apófisis transversa lumbar.

Anestésico: Lidocaina o Xilocaina al 2%
Aprox. A los 10 minutos hace efecto la anestesia.

Duración de la anestesia: aproximadamente 90 minutos.






1 mar 2008

Práctica #11: Bloqueo Anestésico en el Canal Raquídeo

















Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia,

Universidad Veracruzana


Bloqueo Anestésico en el Canal Raquídeo



La anestesia en el canal raquídeo es útil para los procesos quirúrgicos o curaciones mayores que implican la zona del periné superior e inferior (en la hembra) y del periné, en el macho. Hay que recordar que en la hembra existen dos perinés, el superior, que abarca el espacio entre el ano y la vagina y el periné inferior, que abarca desde la vagina hasta donde empieza la ubre. Es una anestesia muy importante pues a diferencia de la que se aplica en las terminaciones nerviosas de las apófisis transversas de las vértebras lumbares, la anestesia en el canal raquídeo no inmoviliza el tren posterior del animal, lo que daría una caída o mayores complicaciones en las técnicas quirúrgicas y/o curaciones. El área de bloqueo de esta anestesia abarca desde la zona del raquis hasta la zona de la glándula mamaria o testículos, pasando por la región perianal.
En la PZTM el grupo del médico en jefe el Dr. Antonio Hernández Beltrán realizó la práctica de esta anestesia a un bovino raza holandesa, inicialmente como motivo de la curación de una fístula presente en el animalito. Se procedió a limpiar la región a inyectar la anestesia, exactamente en el espacio entre la primera y segunda vértebra coccígea. Se usaba de parámetro el lugar exacto

donde doblaba la cola estando alzada, donde, anatómicamente, se indicaba donde terminaba el raquis y empezaban las vértebras coccígeas. La aplicación de la anestesia bloquearía la sensibilidad en la vagina, (entre otras regiones) para poder llevar a cabo nuestra práctica. Luego de la asepsia con ayuda de desinfectantes como yodo o benzodine, se procedía a tallar con los dedos la zona a inyectar y luego, para evitar una infección interna, rasurar la zona a utilizar. Lo contrario podría dar como resultado que agentes patógenos y microbiológicos externos (presentes en guantes, mugre, polvo, etc.) entraran al líquido cefalorraquídeo y provocara un trombo, o bien, la necrosis de la zona.
Luego de localizar y desinfectar bien el área, se proseguía a anestesiar. La aguja debe entrar en un ángulo de 45°, justo en el espacio intervertebral. La sensación de haber dado con algo duro, nos daría como resultado el haber inyectado en hueso, que no es el propósito. Se debía sentir un espacio blando, sin oposición a la aguja. La dosis de la anestesia a utilizar era de 4 a 8ml, (Xilocaína, al 2% o del 4 al 6%). Cabe señalar, importante dato, que una sobredosis de anestesia daría como resultado el bloqueo motor de los músculos respiratorios, lo que daría, en consecuencia, la muerte del animalito.
Una vez anestesiada la zona (el tiempo de anestesia tarda entre 8 y 10 minutos) se puede proceder con nuestra técnica. Para comprobar la efectividad del anestésico, por ejemplo, el médico pinchó con una aguja levemente en la piel del anima y este no mostró signos de dolor o malestar alguno, lo que comprueba que la zona está confiablemente insensible.
También, como parte de la práctica, el equipo realizó una palpación rectal para identificar rompimientos en el piso del recto o del techo de la vagina, fístulas que provocaran un malestar.